🐴 Celles Du Pont Ne Manquent Pas De Charge

3 N'utilisez pas d'armes à feu. 4. Eliminez trois gardes en faisant rouler des troncs. 5. Eliminez trois gardes en même temps avec une explosion dans la carrière. 6. Eliminez 5

Télécharger l'article Télécharger l'article Une batterie de voiture est chargée lors de sa vente et se recharge chaque fois que vous roulez. Sa durée de vie est alors de cinq ou six ans dans des conditions normales d’utilisation [1] , mais, parce qu’elle est trop vieille ou parce que vous avez oublié d’éteindre vos phares, il peut arriver qu’une batterie se décharge. C’est un incident assez banal grave, mais cela arrive toujours quand vous avez besoin de votre véhicule et que vous êtes pressé. La batterie étant déchargée, vous ne pouvez plus démarrer. Fort heureusement, il n’est pas très compliqué de recharger la batterie de sa voiture et il ne faut que très peu d’outils. 1 Protégez-vous. Quand vous travaillez sur un moteur, et plus particulièrement sur la batterie, il est sage de se protéger un minimum. Mettez des lunettes de protection au cas où il y aurait des projections de métal ou d’acide si la batterie présentait un quelconque défaut, ou en cas d’étincelles déclenchées par un mauvais contact. Enfilez également une paire de gants de travail. Installez-vous au préalable dans un lieu bien aéré, car il peut toujours y avoir des vapeurs nocives, et bien éclairé afin de bien voir où vous mettez les mains et ce que vous faites [2] . Les gants ne sont pas obligatoires, mais c’est toujours mieux d’en enfiler pour éviter les pincements ou les échardes. Si vous travaillez sur votre voiture, il est préférable que les enfants et les animaux domestiques soient tenus à distance, on ne sait jamais ce qui peut arriver, un arc électrique ou des étincelles si des câbles électriques venaient à entrer en contact. 2 Déterminez le modèle de batterie de votre véhicule. Pour éviter un accident pendant la charge, vous devez en priorité savoir quel est le modèle de votre batterie. Pour cela, vous pouvez regarder les informations portées sur la batterie elle-même. Si l’étiquette est illisible, vous pouvez toujours aller consulter le site du fabricant de la batterie. Pour ce qui est de la tension aux bornes de la batterie, elle est indiquée sur la batterie ou dans le manuel du constructeur de la voiture. Généralement, la tension est de 12 V. Il existe sur le marché de nombreux types de batteries [3] . Les batteries à plomb/acide ouvertes peuvent être rechargées de temps à autre. On peut même remplir les cellules avec de l'acide quand il en manque. Les batteries VRLA à plomb/acide et valve de régulation ne peuvent et ne doivent pas être ouvertes. Il en existe deux sortes les GEL et les AGM, le processus électrolytique est différent. Une telle batterie n'a pas besoin d'entretien et ce sont celles-là qui sont implantées dans les voitures lors de leur montage en usine. 3 Récupérez un chargeur de batterie. Achetez ou empruntez un chargeur adapté à votre batterie. La plupart des chargeurs fonctionnent sur quasiment tous les modèles de batteries à l'exception des batteries sèches. Certains d'entre eux permettent une charge rapide et même de démarrer immédiatement par le biais de câbles. La plupart cependant chargent plus lentement, mais de façon plus efficace. Les derniers-nés sont équipés d'un microprocesseur qui gère la charge. Certes, ils s'arrêtent automatiquement quand la batterie est rechargée, mais ils modulent la quantité d'électricité délivrée. Les chargeurs plus anciens doivent être arrêtés manuellement. Il y a certes un danger à les laisser fonctionner, mais si vous avez bien calculé votre temps de charge, il n'y a pas de problème majeur [4] . Avant tout chargement de la batterie, surtout la première fois, lisez attentivement les consignes d’utilisation et les précautions d’emploi données par le fabricant du chargeur. Avec les chargeurs modernes, il faut quand même vérifier de temps en temps si tout se passe bien et éventuellement être là quand la charge est terminée. 4 Sortez la batterie du compartiment moteur. Pour nombre d'interventions sur le moteur, il est nécessaire de débrancher la batterie. Certes, il est possible de recharger la batterie en place, car elle est souvent située sur le dessus du moteur, mais il est toujours plus prudent de la sortir. Une fois les fils enlevés, il faut aussi défaire un boulon situé sur le bas de la batterie qui fixe la batterie sur son support. Utilisez une lanière spéciale pour la sortir du logement [5] . Si vous ne trouvez pas la batterie, parfois cachée, consultez le manuel du constructeur. La batterie se situe généralement dans le compartiment moteur, mais sur certains véhicules, elle est dans le coffre. Débranchez toujours le câble négatif en premier, puis le câble positif, la batterie est alors prête à être retirée. 5 Nettoyez les bornes de la batterie. Si vous voulez que la recharge se passe au mieux, il faut, si c'est le cas, bien nettoyer les bornes de la batterie. Il y a souvent une poudre verte ou blanche, ou les bornes sont oxydées. Pour les nettoyer, vous pouvez prendre un peu de bicarbonate de sodium que vous étalerez avec une vieille brosse à dents. Pour l'oxydation, prenez du papier de verre ou une brosse métallique. Les bornes doivent être claires afin que les pinces du chargeur puissent bien acheminer le courant [6] . Une batterie peut être chargée correctement et ne pas fonctionner si ses bornes sont poudreuses ou oxydées. Ne touchez pas les bornes de la batterie à mains nues, surtout s’il y a une poudre blanche ou verte autour. Cette poudre n’est rien d’autre que de l’acide sulfurique solidifié. Que vous ayez un peu d’humidité sur les doigts et vous ressentirez une petite brulure. Publicité 1 Placez le chargeur sur une surface stable. Ne placez jamais le chargeur sur la batterie ! Ce faisant, vous risqueriez de mettre en contact les deux bornes de la batterie, ce qui entrainerait au mieux la destruction de la batterie et du chargeur, et au pire, un début d’incendie. Installez alors le chargeur sur un plan stable aussi éloigné que possible de la batterie. Avant de brancher le chargeur, vérifiez que vous êtes dans un endroit bien ventilé, car il peut y avoir un dégagement de gaz [7] . Posez votre chargeur sur une surface stable. Si c’est possible, posez-le par terre, comme cela il ne pourra pas tomber ou se renverser. De même, vos câbles ne pourront pas se défaire de la batterie. Si les fils du chargeur sont longs, c'est qu'il y a une raison ils permettent d'éloigner au maximum la batterie du chargeur, sécurité oblige. 2 Branchez le chargeur à la batterie. Pour privilégier la sécurité il est conseiller de commencer par la borne positive, puis la borne négative lors du branchement avec un chargeur de batterie [8] . Prenez le fil positif du chargeur, celui avec le symbole + », et branchez-le sur la borne positive de la batterie, elle aussi marquée d'un + ». Puis prenez le fil négatif du chargeur, celui avec le symbole - » gravé ou peint, et branchez-le sur la borne négative de la batterie, elle aussi marquée d'un - ». Avant de brancher le chargeur sur le secteur ou de le mettre en route, vérifiez que les connexions sont fixes et que vous n'avez pas branché les fils du chargeur sur les mauvaises bornes. En cas d'erreur, la batterie risquerait de ne pas aimer, et vous pourriez même déclencher une explosion ou un incendie [9] . Sur les bornes de certaines batteries, vous ne trouverez pas les symboles gravés + » et - », mais plutôt les indications POS » pour positif » et NEG » pour négatif ». Pour bien charger votre batterie, vous devez vérifier que les pinces du chargeur sont solidement fixées sur les bornes appropriées. 3 Réglez votre chargeur. Avec un chargeur numérique, vous connaitrez le niveau de charge de votre batterie avant la charge et vous pourrez paramétrer cette dernière. Les anciens chargeurs n'ont pas cette fonctionnalité, et ne permettent que de choisir la tension 6 ou 12 V et d'allumer ou d'éteindre le chargeur. Nombre de chargeurs ont deux modes de charge, l'un rapide, l'autre lent. Si votre batterie a été déchargée, parce que vous aviez laissé les phares allumés, vous pouvez opter pour la charge rapide. Par contre, si la batterie s'est déchargée au fil du temps, il vaut mieux la charger lentement, pendant une nuit par exemple [10] . Si votre chargeur peut être paramétré en tension ou en intensité, réglez-le en fonction de ce qui est indiqué sur la batterie ou dans la notice livrée avec elle. En cas de charge rapide, il vaudrait mieux que vous restiez sur place pour éviter tout problème. Pour recharger une batterie très déchargée, le mieux est de programmer une charge lente, pendant toute une nuit, par exemple. 4 Vérifiez votre batterie. La charge terminée, vérifiez que votre batterie fonctionne bien. Tous les chargeurs, même un peu anciens, vous indiqueront, sur un cadran ou un écran si votre batterie a pris la charge ou si elle doit être remplacée. Sur les vieux modèles, l'aiguille des ampères se sera déplacée vers la droite. Sur les numériques, l'écran affichera 100 %. Vous pouvez également vous servir d'un voltmètre pour mesurer la tension aux bornes de la batterie. Mettez les touches de l'appareil en contact avec les bornes touche rouge sur la borne + », touche noire sur la borne - ». Si la batterie est restée en place, le plus simple est de voir si votre véhicule démarre [11] . Si le voltmètre indique 6 ou 12 V, si le chargeur indique le bon nombre d'ampères ou si la voiture démarre plusieurs fois de suite, c'est que votre batterie est assez chargée. Si vous vous apercevez que la batterie n'a pas pris la charge, vérifiez qu'il n'y a pas un autre problème électrique. Si c'est le cas, il ne vous restera qu'à changer la batterie qui a fait son temps. Publicité 1 Récupérez une voiture dont la batterie est en bon état. Placez ce véhicule en vis-à-vis du capot de la voiture en panne. Le principe de ce dépannage consiste à démarrer le véhicule en panne avec la batterie de l'autre véhicule. Une fois le démarrage réussi, la batterie en panne devrait se recharger au cours de vos déplacements. Le positionnement des voitures va dépendre de l'emplacement des batteries. Généralement, les batteries sont dans le compartiment moteur, aussi place-t-on les véhicules nez à nez, sans qu'ils se touchent. La proximité des véhicules dépend aussi de la longueur de vos câbles de démarrage [12] . Si la batterie à plat est située dans le coffre, il faut placer la voiture de dépannage derrière le véhicule en panne, afin de relier plus facilement les batteries avec des câbles appropriés. Vérifiez que le frein à main des deux véhicules est enclenché afin qu'aucun d'eux ne bouge durant l'opération. 2 Utilisez des câbles de démarrage pour brancher les deux batteries. Ces câbles sont conducteurs, aussi si vous vous faites de mauvais branchements, vous allez déclencher un court-circuit qui pourrait bien être catastrophique. Il ne faut jamais établir de contact entre un pôle positif et un pôle négatif. Les moteurs étant coupés, branchez d'abord le câble rouge sur la borne positive de la batterie à plat, puis l'autre extrémité sur la borne positive de la bonne batterie. Les extrémités du câble noir ne doivent jamais se promener sur une quelconque partie métallique, du compartiment moteur par exemple, ce qui ferait un branchement à la terre. Branchez le câble noir sur la borne négative de la batterie à plat, puis branchez l'autre extrémité de ce même câble sur la borne négative de la batterie en bon état [13] . Pour que le courant puisse bien passer, il faut que les bornes soient bien propres. Nettoyez-les au besoin. Vérifiez deux fois plutôt qu'une que vous branchez bien avec un même câble des bornes ayant la même polarité le positif au positif, le négatif au négatif. Si vous vous trompez, vous allez créer un court-circuit qui peut dégénérer en incendie. 3 Démarrez la voiture de secours. D'abord, vérifiez que les câbles sont bien fixés, ensuite démarrez le véhicule de secours. Ce faisant, la batterie en bon état commence à charger la batterie défaillante. Comme le moteur tourne, il est hors de question de passer une vitesse. Attendez quelques minutes pour que la charge se fasse dans la batterie à plat [14] . Au bout de deux ou trois minutes, essayez de démarrer le véhicule en panne. Si la batterie était faiblement déchargée, ce devrait être suffisant pour démarrer. Si vous n'arrivez pas à démarrer, c'est que la charge est insuffisante. Continuez l'opération, car une batterie qui est restée longtemps déchargée met plus de temps à se recharger. 4 Débranchez les câbles. Une fois le véhicule démarré, débranchez les câbles de démarrage des deux véhicules. Laissez tourner le véhicule qui a été dépanné afin que l'alternateur finisse de recharger la batterie. En effet, si la batterie est bien déchargée, un simple pontage ne suffit pas à la recharger, d'où la nécessité de laisser tourner le moteur. Le plus simple en ce cas, est d'aller faire un parcours de quelques dizaines de kilomètres [15] . Si le véhicule cale lors du débranchement des fils, voyez si un des fils de la batterie n'est pas débranché ou mal assujetti. Si tout se passe bien, allez faire un petit tour dans le quartier afin de renforcer la charge de la batterie. Par la suite, vous devriez pouvoir démarrer aussi souvent que nécessaire. Publicité 1 Portez votre batterie à vérifier. Si vous avez rechargé votre batterie, mais qu'elle ne remplit toujours pas son office, sortez-la de son emplacement, si ce n'est pas déjà fait, et portez-la à un garage pour qu'ils la testent. Ils la mettront en charge et pourront vous dire ce qu'il en est, si elle peut être réparée ou doit être remplacée. De toute façon, toute batterie qui ne tient pas la charge, quel que soit son type VRLA ou autre, avec ou sans entretien, est définitivement morte et doit être remplacée par une neuve [16] . Si la batterie est morte, vous en serez quitte pour en acheter une autre. Si la batterie est vraiment chargée, mais que la voiture ne démarre pas, vérifiez que les câbles ne sont pas abimés et qu'ils sont bien assujettis sur les bornes. 2 Vérifiez le bon fonctionnement de l'alternateur. Un alternateur défectueux est incapable de recharger la batterie et de fournir l'électricité pendant que le moteur tourne. Pour tester un alternateur, faites tourner votre moteur, puis débranchez le câble rouge positif de la batterie avec beaucoup de prudence. Si l'alternateur fonctionne bien, tous les équipements électriques devraient fonctionner normalement klaxon, signaux de détresse…. Si le moteur cale, c'est que votre alternateur est hors d'usage et que vous devrez le remplacer [17] . Vous pouvez également tester l'alternateur en regardant votre plafonnier. Si vous accélérez et que la lumière est plus intense, alors qu'elle faiblit quand vous lâchez la pédale, vous pouvez être sûr que l'alternateur a un problème. Si vous êtes capable de démonter l'alternateur, le mieux est de l'amener à un électricien automobile qui le testera. S'il est hors d'usage, il faudra le changer. 3 Prêtez à l'oreille pour détecter un cliquetis. La voiture peut, au lieu de démarrer, émettre un cliquetis quand vous tournez la clé de contact. Si c'est le cas, c'est que la batterie n'est pas assez puissante pour entrainer le démarreur. Peut-être qu'elle n'est pas assez chargée, ou qu’elle ne tient plus la charge. Dans le premier cas, redémarrez le véhicule avec des câbles ou remettez-la en charge. Dans le second cas, faites vérifier votre batterie [18] . Avant de mettre en route le chargeur, vérifiez que le branchement est correct, sans quoi la batterie se chargera mal ou pas. Un démarreur qui cliquète est le signe que la batterie n’est pas assez chargée pour pouvoir entrainer le moteur. 4 Voyez si le moteur cale. Vous avez chargé votre batterie, le moteur est parti normalement, mais il cale peu de temps après. Ce peut être un problème d'alternateur, mais si la voiture redémarre ou si vous entendez bien le démarreur, il ne s'agit pas d'un problème électrique, mais bien plutôt d'un problème d'alimentation ou de carburation [19] . Pour pouvoir bien fonctionner, un véhicule à moteur thermique a besoin de carburant, d’oxygène et d’électricité. Après avoir écarté la cause électrique, si votre voiture ne démarre pas, le mieux est de prendre rendez-vous chez un garagiste. Publicité Références À propos de ce wikiHow Résumé de l'articleXSi votre batterie de voiture est déchargée, vous pouvez la recharger avec un chargeur spécifique. Accédez en premier lieu à votre batterie qui se situe souvent sous le capot ou dans le coffre. Repérez la borne positive, elle a un signe plus », et la négative, elle a un signe moins ». Le chargeur étant éteint et non branché sur une prise de courant, fixez la pince du câble rouge sur la borne positive de la batterie et la pince du câble noir sur la borne négative. Ensuite, branchez le chargeur et allumez-le. Si le chargeur a un affichage digital qui permet des réglages de tension, choisissez celle qui est marquée sur le côté de la batterie ou indiquée dans le manuel d'entretien fourni par le constructeur. Pour une charge complète de la batterie, comptez plusieurs heures. En fin de charge, éteignez le chargeur en façade, puis débranchez-le de la prise murale. Retirez la pince de la borne négative, puis la pince de la borne positive. Si votre batterie ne tient pas la charge ou venait à flancher peu après une mise en charge, faites-la tester en magasin de pièces automobiles pour savoir si elle doit être changée. Pour savoir comment recharger une batterie avec un véhicule de secours, poursuivez la lecture ! Cette page a été consultée 342 974 fois. Cet article vous a-t-il été utile ? LesDeux Ponts: A ne pas manquer - consultez 101 avis de voyageurs, 33 photos, les meilleures offres et comparez les prix pour Pierre-Perthuis, France sur Tripadvisor. Par Patrick Pla, Université Paris-Saclay Développement des organes génitaux ; Développement des cellules germinales *Cellules somatiques et cellules germinales chez l’être humain. Le concept d’hérédité est au cœur de la logique du vivant et ce sont les cellules germinales qui permettent de transmettre l’information génétique à la génération suivante. Quel que soit l’organisme concerné, les cellules germinales ne naissent pas dans les gonades mais sont spécifiées très tôt dans le développement embryonnaire bien avant que les gonades ne se forment. Elles sont mises à part rapidement et ne participent pas aux feuillets embryonnaires, ectoderme/mésoderme/endoderme. Elles migrent ensuite pour atteindre les gonades Richardson et Lehmann, 2010. Bien que les mécanismes de détermination des cellules germinales ont varié au cours de l’évolution, certains acteurs sont remarquablement conservés tels que les protéines Vasa et Nanos qui lient des ARN Tanaka et al., 2000; Juliano et al., 2010. De même, le dimorphisme sexuel est sous le contrôle des gènes de la famille Dmrt Double sex/mab3-related dans tout le règne animal Kopp, 2012. Le développement des organes génitaux *Du sexe génotypique au sexe phénotypique chez l’être humain. Le développement des organes génitaux est en grande partie déterminé par les gènes, même si l’environnement peut jouer un rôle plus ou marqué selon les cas. Chez les Mammifères, les organes génitaux sont déterminés par les chromosomes sexuels XX = femelle; XY = mâle et c’est la présence du chromosome Y qui est déterminante, même s’il n’est pas le seul à intervenir. Les oiseaux ont un système opposé les mâles ont deux chromosomes sexuels similaires ZZ, le nom des chromosomes est pure convention et les femelles ont deux chromosomes sexuels différents ZW. Dans ce cas, le sexe est déterminé par la quantité produite de DMRT1 dont le gène est porté par le chromosome Z Smith et al., 2009. Chez la drosophile, le chromosome Y est présent en unique exemplaire chez le mâle mais il ne joue pas de rôle dans la détermination du sexe et ce qui compte, c’est le nombre de chromosome X un chez les mâles, deux chez les femelles. Chez d’autres insectes, notamment les abeilles Hyménoptères, c’est la ploïdie générale qui compte les mâles sont haploïdes, issus d’une parthénogenèse alors que les femelles sont diploïdes. Signalons que dans certains cas, le sexe peut être déterminé par l’environnement, notamment la température pendant le développement des œufs chez les tortues. Chez eux, l’expression de l’histone H3 déméthylase KDM6B est activée par les températures qui aboutissent à la formation de mâles. L’inhibition forcée de son expression aboutit à la formation de femelles, même si ce n’est pas la bonne température pour leur développement. L’activité de KDM6B permet l’activation de l’expression de Dmrt1 dont le produit dirige le développement des organes génitaux mâles Ge et al., 2018. Chez les Mammifères RAPPEL Vidéo sur la dissection de l’appareil génital mâle et femelle chez la souris. Les crêtes génitales sont une structure mésodermique originaire du mésoderme dit intermédiaire et associée au mésonéphros à partir de laquelle les gonades ovaires ou testicules se développent. Des cellules y prolifèrent chez la souris à partir de E10,5 et chez l’Homme à partir de la 4ème semaine depuis la fécondation. Les cellules germinales qui ont été générées à un autre endroit migrent vers ces structures voir plus loin. C’est après E10,5 que cette gonade bi-potentielle se différencie en testicule ou en ovaire. Les cellules de soutien deviennent soit des cellules de Sertoli, soit des cellules folliculaires. Les cellules endocrines produisant des hormones stéroïdes deviennent soit des cellules de Leydig, soit des cellules de la thèque. *Développement embryonnaire du testicule chez la souris Entre le jour embryonnaire E 8,75 et E9,5, les cellules germinales migrent dorsalement vers la crête génitale en développement. Le facteur de transcription SRY active l’expression de Sox9 ce qui entraîne la détermination des cellules de Sertoli en bleu à partir de Les cellules de Sertoli en prolifération commencent à se compartimenter pour former des cordons testiculaires autour de Après la prolifération des cellules de Sertoli, les cellules de Leydig fœtales violet et les cellules myoïdes péritubulaires vert se différencient. À la majorité des cellules testiculaires se sont différenciées. Les cellules de Sertoli et les cellules myoïdes péritubulaires sécrètent diverses protéines de la matrice extracellulaire pour former la lame basale, qui entoure les cordons testiculaires et maintient leur structure. Les cordons testiculaires sont composés de cellules germinales en quiescence entourées de cellules de Sertoli, avec une couche externe de cellules myoïdes péritubulaires et de matrice extracellulaire. L’espace interstitiel comprend des cellules de Leydig fœtales stéroïdogènes, du mésenchyme et une vascularisation sanguine importante. D’après La détermination des cellules de Sertoli dépend du gène SRY pour Sex-determining Region of Y chromosome qui code un facteur de transcription qui active l’expression de Sox9. SRY maintient l’expression de Dmrt1 qui était jusque là exprimé dans la gonade bipotentielle et dont l’expression s’éteint dans les ovaires en absence de SRY Kopp, 2012. Dmrt1 réprime l’expression de Foxl2 qui dirige le développement des ovaires et l’inhibition forcée de Dmrt1 aboutit au développement de cellules folliculaires ovariennes malgré l’expression de SRY Matson et al., 2011. SRY provoque la production de prostaglandine D2 qui est nécessaire pour qu’un nombre suffisant de cellules soit déterminé en cellules de Sertoli Wilhelm et al., 2005. Ces cellules prolifèrent abondamment, faisant quadrupler de volume la gonade jusqu’à E13,5. Les cellules de Sertoli s’aggrègent ensuite pour former les cordons séminifères à 7 semaines de développement chez l’Homme Ungewitter et Yao, 2013. Elles sécrètent en coopération avec les cellules myoïdes péritubulaires une lame basale autour des cordons séminifères, créant une compartimentation essentielle à l’intérieur du testicule. *La suppression de l’enhancer Enh13 contrôlant l’expression de Sox9 conduit à une inversion complète du sexe chez une souris XY.A Schéma de l’emplacement de Enh13 en amont de Sox9. Les flèches turquoises et violettes représentent les sgRNA externes et internes utilisés pour supprimer Enh13 par la technique CRISPR/Cas9. Les flèches noires représentent les amorces PCR utilisées pour génotyper les embryons. B Images en fond clair et sections colorées à l’hématoxyline et à l’éosine H&E des gonades XY Enh13+/+, Enh13+/- et Enh13-/- et XX Enh13+/+. On voit les tubes séminifères en développement dans les gonades qui ont un phénotype mâle les deux à gauche C Immunomarquage des gonades de type sauvage XY, Enh13+/-, Enh13-/- et XX de type sauvage. Les gonades ont été colorées pour le marqueur de cellules de Sertoli présentes normalement que chez un mâle SOX9 vert, le marqueur des cellules de la granulosa présentes normalement que chez une femelle FOXL2 rouge et le DAPI bleu. Les gonades à inversion sexuelle ne peuvent être distinguées des gonades WT XX, tandis que la délétion hétérozygote n’altère pas la morphogenèse des testicules. Barres d’échelle = 100 µm. Source Les cordons restent pleins jusqu’à la puberté. Ils se creusent alors d’une lumière et deviennent des tubes séminifères. En dehors des gonades, se développent les canaux nécessaires au fonctionnement de l’appareil génital. Le canal de Wolff est initialement le canal du mésonéphros qui constitue le rein embryonnaire. **Position du canal de Wolff ici écrit Wolf sur une coupe transversale d’embryon de poulet à 4 jours de développement. Source Christian Champy, Manuel d’embryologie, Ed. Masson 1921 Ce rein disparaît à la fin du 2ème mois du développement embryonnaire chez l’Homme, ne laissant qu’une partie du canal de Wolff qui donne naissance à l’épididyme, aux canaux déférents et aux vésicules séminales sous l’influence de la testostérone produite par les cellules de Leydig dans les testicules. Par ailleurs, la testostérone fait différencier la partie pelvienne du sinus urogénital en prostate. *Développement des voies génitales mâles et femelles chez les Mammifères. D’après Les expériences de Jost réalisées dans les années 1940 ont été une étape importante pour comprendre les mécanismes mis en jeu *Expériences de Jost. Elles ont été réalisées sur des foetus de lapin de 20 jours. A Si on enlève les gonades que ce soit chez un foetus mâle ou un foetus femelle, les canaux de Wolff régressent, les canaux de Müller se maintiennent. B Si on greffe un testicule sur un foetus femelle, les canaux de Müller régressent et les canaux de Wolff se maintiennent => ce sont les testicules qui sont responsables de la régression des canaux de Müller et du maintien des canaux de Wolff chez les mâles. C Ajout d’un cristal de testostérone dans un foetus femelle qui diffuse de la testostérone dans le sang. La testostérone seule permet le maintien des canaux de Wolff mais n’est pas responsable de la régression des canaux de Müller. Une autre hormone produite par le testicule cf. expérience B doit avoir ce rôle. Source Chez le mâle, le canal de Müller régresse sous l’action de l’hormone anti-Müllerienne AMH produite par les cellules de Sertoli. Sox9 se fixe directement sur le promoteur du gène codant AMH et active sa transcription De Santa Barbara et al., 1998. L’AMH est une protéine de la famille des ligands TGFβ et elle agit non pas directement sur les canaux de Müller mais sur le mésenchyme autour qui envoie ensuite des signaux aux canaux qui induisent leur apoptose. La migration des testicules de l’abdomen vers le scrotum se fait entre le 7ème et le 8ème mois de grossesse. L’absence de descente testiculaire appelée cryptorchidie 2% des naissances provoque une stérilité car la spermatogenèse ne peut se faire à la température du corps mais à une température légèrement inférieure. Les mécanismes à l’oeuvre sont en cours d’étude. Par exemple, le microARN miR-210 qui a son expression augmentée chez les patients atteints de défauts de maturation de spermatozoïdes a aussi son expression fortement augmentée chez des patients atteints de cryptorchidie Duan et al., 2016. Signalons que la migration testiculaire définitive dans le scrotum ne concerne que les Primates, les Ongulés et les Marsupiaux. Chez les Rongeurs, les Insectivores et les chauve-souris, les testicules peuvent remonter dans la cavité abdominale. On voit que l’expression du gène SRY induit une cascade d’évènements qui aboutit au phénotype génital mâle. Il n’y a pas d’effets de dosage comme chez d’autres organismes. Les patients atteints du syndrome de Klinefelter sont XXY. Malgré la présence de 2 chromosomes X, le chromosome Y assure que les patients ont des organes génitaux mâles normaux jusqu’à la puberté où les testicules deviennent plus petits que la normale et où la spermatogénèse ne se fait pas correctement. Les patients sont stériles. Mais en ce qui concerne le développement embryonnaire, tout se passe bien. *Caryotype d’un patient atteint du syndrome de Klinefelter. Source À partir de la gonade bipotentielle, les ovaires se développent avec un programme génétique précis chez les embryons sans chromosome Y. Les cordons de cellules en formation au centre de la gonade dégénèrent et ce sont des cordons de cellules à la périphérie qui se développent, donnant les cellules folliculaires. Les cellules les plus proches des ovocytes deviennent les cellules de la granulosa tandis que les cellules les plus éloignées deviennent les cellules de la thèque. Ces processus de développement dépendent de l’expression de Wnt4 et la R-spondine qui accentue son effet ensemble, ils activent fortement la voie canonique Wnt/β-caténine Boyer et al., 2010, Chassot et al., 2014. Cette voie aboutit à l’inhibition de l’expression de Sox9 qui ne peut plus agir pour faire produire des testicules Kim et al., 2006. **Une quantité normale de Wnt4 est nécessaire pour éviter que FGF9 induise l’expression de SOX9 dans des gonades de souris XX. L’immunofluorescence de SOX9 rouge montre que l’ajout de FGF9 active l’expression de SOX9 dans les gonades hétérozygotes des Wnt4+/− XX G, mais pas dans les gonades Wnt4+/+ XX F. L’immunofluorescence anti-PECAM vert marque les cellules germinales et les cellules endothéliales. Barres d’échelle = 50 um. Source Une quantité trop forte de la voie de signalisation canonique Wnt/β-caténine peut aboutir à un développement d’ovaires chez des patients XY. Cela peut être provoqué par une duplication d’une région du chromosome 1 qui contient les gènes WNT4 et R-SPONDINE Jordan et al., 2001. En parallèle de la voie Wnt/β-caténine, le gène Foxl2 codant un facteur de transcription à boîte Forkhead voit son expression activée dans les ovaires et il est essentiel pour la mise en place de l’organisation des cellules folliculaires autour des ovocytes. Si on le délète chez l’adulte, les cellules folliculaires changent d’aspect et présentent des caractères rappelant les cellules de Sertoli avec l’expression de Sox9 qui est activée Uhlenhaut et al., 2009. Foxl4 est donc un facteur essentiel au maintien de l’identité féminine des structures ovariennes car il empêche leur transdifférenciation en structures masculines Georges et al., 2014. La répression qu’exerce Foxl2 sur l’expression de Sox9 se fait de manière conjointe avec le récepteur alpha aux œstrogènes ESR1. Foxl2 a aussi d’autres actions qui potentialisent les œstrogènes. Il augmente la transcription d’un gène codant une enzyme impliquée dans la synthèse des œstrogènes, l’aromatase Cyp19a1. Il stimule aussi la transcription du récepteur aux œstrogènes ESR2 Georges et al., 2014. **Multiples rôles de FOXL2 dans l’ovaire en relation avec la signalisation oestrogénique. Source *Séquence consensus reconnue par les récepteurs aux oestrogènes ESR sur les promoteurs et/ou enhancers de leurs gènes-cibles. Cette séquence s’appelle un ERE = estrogen response element. Source Les canaux de Müller sont maintenus car, en absence de cellules de Sertoli, il n’y a pas de production d’hormone anti-müllerienne. Sous l’action des œstrogènes, les canaux de Müller donnent les oviductes, l’utérus et la partie haute du vagin. Les canaux de Wolff qui ont besoin de recevoir de la testostérone pour survivre meurent par apoptose. *Appareil génital de la femme Alors que pour le développement des ovaires, la voie Wnt/beta-caténine est cruciale, elle est en revanche inhibée lors du développement des autres organes génitaux femelles. Dickkopf, un inhibiteur de la voie Wnt est exprimé dans le tubercule génital qui finit par donner le clitoris et les grandes lèvres sous l’influence des œstrogènes. Chez le mâle, un dérivé de la testostérone la DHT inhibe l’expression de Dickkopf ce qui permet à la voie Wnt d’agir et de transformer le tubercule génital en pénis et en scrotum Miyagawa et al., 2009. *Développement des organes génitaux externes. Le tubercule génital donne le gland et le prépuce du pénis ou du clitoris. Le renflement labio-scrotal donne le scrotum et les grandes lèvres. Le bourrelet latéral donne le corps du pénis ou du clitoris. Signalons que le corps du clitoris est interne et nettement plus grand que ce qu’on pensait il y a quelques décennies. Le sillon uro-génital donne les petites lèvres et le raphé. D’après Olin E. Nelsen, Comparative Embryology of the Vertebrates. Le développement et notamment la croissance des organes génitaux mâles se termine à la puberté. A partir de 10 ans, la kisspeptine dans l’hypothalamus augmente la sécrétion de GnRH ce qui induit en cascade l’augmentation de la production de LH, de FSH puis de testostérone Terasawa et al., 2013. Le développement des cellules germinales *Dessin par Anton von Leeuwenhoek 1632-1723 de spermatozoïdes de lapin et de chien. Grâce à ses travaux pionniers d’observations avec un microscope rudimentaire, von Leeuwenhoek a été le premier humain à observer des spermatozoïdes. Source A la fin du XIXème siècle, Auguste Weissmann proposa sa théorie du plasma germinatif où il distingue les cellules germinales, qui assurent la pérennité de l’espèce à travers la continuité de la descendance des individus, des cellules somatiques, responsables de la construction d’un individu mais par définition mortelles ». Les cellules germinales gardent aussi leur totipotence, contrairement aux cellules somatiques qui la perdent au cours de leur différenciation. En règle générale, cette totipotence ne peut s’exprimer qu’en cas de fécondation mais des cas de parthénogenèse où l’ovocyte se développe seul en embryon existent dans divers groupes de Métazoaires. Dans de nombreux organismes, la lignée germinale est parmi les premiers types de cellules à être mis de côté. Une lignée germinale séparée tôt du reste des cellules empêche la transmission de mutations somatiques aux générations futures, ce qui peut être un avantage. Les cellules germinales précoces, appelées cellules germinales primordiales PGC, sont spécifiées par des facteurs maternels ou par des signaux inductifs Lawson et al., 1999. Une fois spécifiées, les PGC ignorent les programmes de différenciation somatique et migrent vers le site dans lequel se forme la gonade Braat et al., 1999; Gross-Thebing et al., 2017; Extavour et Akam, 2003; Marlow, 2015. Là, les PGC prolifèrent, entrent en méiose avec un délai plus ou moins long et se différencient pour produire les gamètes spermatozoïdes chez les mâles et ovocytes chez les femelles. Les animaux dit clonaux tels que les Cnidaires ne séparent pas une lignée germinale pendant l’embryogenèse. Au lieu de cela, ils possèdent des cellules souches adultes qui contribuent aux tissus somatiques, mais aussi aux gamètes. Ce sont des animaux qui ont en général de très bonnes capacités de régénération. Ainsi, toute partie du corps possédant ces cellules souches peut régénérer un individu qui pourra produire des cellules germinales et transmettre ses gènes à une nouvelle génération. Le facteur de transcription AP2 Tfap2, un régulateur de la lignée germinale chez les Mammifères, est nécessaire et suffisant pour engager les cellules souches adultes, appelées cellules i, à devenir des cellules germinales chez le cnidaire Hydractinia symbiolongicarpus. On pense qu’une lignée germinale non séparée à l’état embryonnaire est un trait ancestral chez les Métazoaires. Dans cette hypothèse, un évènement clé dans l’évolution des lignées germinales aura été le décalage du programme d’induction de cellules germinales depuis les adultes vers l’embryon. La définition clinique de l’infertilité est définie comme l’incapacité des couples à concevoir un enfant après 18 mois de rapports sexuels réguliers non protégés. Selon les statistiques de l’Organisation Mondiale de la Santé, l’infertilité affecte environ 12 à 15 % des couples dans le monde American Society for Reproductive Medicine, 2015. Les facteurs masculins sont responsables de 50 % des cas d’infertilité, parmi lesquels 20 % à 30 % sont dus uniquement à des facteurs masculins et 20 à 30 % sont dus à des facteurs affectant les deux partenaires Tournaye et al., 2017. La prévalence de l’infertilité masculine a augmenté de 0,291 % par an de 1990 à 2017 dans le monde, et pourrait approcher la limite de 50 %. L’étude du développement des cellules germinales et de leur physiologie sert aussi à trouver des solutions pour les infertiles. Chez Caenorhabditis elegans Chez le nématode, la lignée germinale est mise en place à la fin de la quatrième division de clivage. Toutes les cellules germinales sont dérivées du blastomère P1. L’ovocyte contient des granules P dans son cytoplasme qui au cours de divisions asymétriques successives finissent dans les cellules P. Un composant de granule P, le produit du gène pgl est nécessaire pour le développement des cellules germinales, et régule certains aspects du métabolisme des ARNm. Le facteur de transcription à doigts de zinc PIE-1, produit par la mère, est impliqué dans le maintien des propriétés de cellules germinales dans les blastomères dérivés de P. En effet, chez les mutants pie-1, la lignée germinale se différencie en cellules intestinales surnuméraires Mello et al., 1992. Alors que la transcription est activée dans les cellules somatiques au stade 3-4 cellules, PIE-1 réprime la nouvelle transcription des gènes zygotiques dans les blastomères dérivés de P jusqu’à ce qu’il disparaisse aux alentours du stade 100 cellules. Cette répression générale protège les cellules germinales des actions de facteurs de transcription qui favorisent le développement en cellules somatiques Nakamura et Seydoux, 2008. **Répression généralisée de la transcription par PIE-1 dans les cellules germinales lors des premiers stades du développement de C. elegans. Dans les blastomères P2, P3 et P4, PIE-1 interagit avec la sous-unité Cycline T de P-TEFb, bloquant son interaction avec le domaine CTD de l’ARNpolymérase II et la phosphorylation sur la sérine 2 qui est nécessaire au passage à la phase d’élongation de la transcription. PIE-1 inhibe également la phosphorylation d’autres sérines sur le CTD par un mécanisme inconnu. Source Une caractéristique commune des cellules germinales est la présence de granules germinaux nous venons de voir les granules P chez C. elegans. Il s’agit de compartiments cytoplasmiques sans membrane qui se forment par séparation en phase liquide-liquide LLPS à partir du cytoplasme Brangwynne et al., 2009. Riches à la fois en ARN et en protéines de liaison à l’ARN, les granules germinaux contiennent un grand nombre de molécules ayant des rôles dans la régulation post-transcriptionnelle de l’ARN et la préservation de l’intégrité du génome. Ces assemblages complexes de ribonucléoprotéines RNP sont importants pour la spécification, la maintenance et le développement normal de la lignée germinale Knutson et al., 2017. ***La protéine PIWI est ségrégée très tôt dans les cellules qui vont donner la lignée germinale chez Caenorhabditis elegans. Immunofluorescence contre la protéine PIWI vert qui est une protéine de la famille Argonaute qui se fixe aux ARN. On la voit, dès le stade zygotique, se localiser à une extrémité le futur côté postérieur. Elle sera héritée uniquement par le blastomère P. Ensuite, elle est ségrégée uniquement dans une cellule. Au stade 100 cellules, elle est héritée par 2 cellules pour la première fois. Immunofluorescence contre la protéine CSR-1 qui fait partie de la même famille Argonaute et qui finit par être présente uniquement dans la lignée germinale, mais avant, elle a une répartition plus généralisée que PIWI. Source La spécification des PGC nécessite l’activité de régulateurs de la chromatine qui induisent des changements à l’échelle du génome dans l’expression des gènes. Chez C. elegans, la méthyltransférase MES-4 et le Polycomb Repressive Complex PRC2, comprenant MES-2, 3 et 6 coopèrent pour ajouter desmodifications épigénétiques sur les histones favorables à la transcription sur les gènes spécifiques de la lignée germinale pour MES-4 et répressives pour les gènes de la lignée somatique pour PRC2 Gaydos et al., 2012. L’activation dépendante de MES-4 des gènes de la lignée germinale est antagonisée dans les lignées somatiques par un groupe de régulateurs transcriptionnels Curran et al., 2009 ; Petrella et al., 2011 ; Unhavaithaya et al., 2002. Parmi ceux-ci, DRM et LIN-15B répriment les gènes de détermination de la lignée germinale dans les cellules somatiques Petrella et al., 2011. La perte de facteurs DRM ou LIN-15B provoque une activation ectopique des gènes de la lignée germinale dans les cellules somatiques. ***LINA5-B réprime la détermination germinale dans les cellules somatiques. Immunofluorescence avec un anticorps reconnaissant PGL-1 rouge et PGL-3 vert dans des larves L1 sauvages WT ou mutantes perte-de-fonction lin-15B. Les L1 sauvages ont une fluorescence uniquement dans les deux cellules germinales primordiales PGC Z2 et Z3 pointes de flèche, tandis que les mutants présentent en plus une forte expression ectopique dans les autres cellules. Source L’inactivation de MES-2/-3/-4/-6 supprime l’expression du gène de la lignée germinale ectopique des mutants lin-15B à 26°C. Ces observations suggèrent que les facteurs DRM et LIN-15B antagonisent l’activité du MES dans les lignées somatiques pour empêcher les gènes de la lignée germinale de s’exprimer. Chez les Mammifères Chez l’embryon de souris à E7,25, il y a apparition de 15 à 100 cellules germinales primordiales PGC dans l’endoderme du sac vitellin et dans la région de l’allantoïde proche de la ligne primitive. Elles ont été identifiées initialement par l’activité importante de leur alcaline phosphatase Ginsburg et al., 1990. *Activité alcaline phosphatase des premières cellules germinales primordiales chez un embryon de souris de E7,25 en gastrulation. Les cellules germinales primordiales sont ici désignées par APc. Le côté postérieur est vers la droite. a = amnios; al= allantoïde en début de croissance; ec = exocoelome. Source Les PGC sont spécifiés au même endroit chez l’embryon humain à la fin de la 2ème semaine après la fécondation Chen et al., 2019. Contrairement à beaucoup d’autres modèles, chez les Mammifères, les PGC ne se forment pas par héritage de matériel cytoplasmique mais par induction. Les souris Bmp4-/- ne forment pas de cellules germinales et l’expression ectopique de BMP4 dans un épiblaste compétent peut induire des cellules germinales ectopiques. On en déduit que le destin des cellules germinales est induit dans l’épiblaste vers le jour embryonnaire E6 par BMP4 produit dans l’ectoderme extra-embryonnaire Lawson et al., 1999. En réponse au BMP4, les cellules induites en PGC activent l’expression de Oct4 et de Sox2 qui codent des facteurs de transcription impliqués dans la pluripotence et le profil de méthylation de l’ADN de ces cellules change. Blimp1 Prdm1 et Prdm14 sont des régulateurs transcriptionnels critiques pour le devenir des PGC Kurimoto et al., 2008, Ohinata et al., 2005, Vincent et al., 2005, Yamaji et al., 2008, de même que AP2γ codé par Tfap2C qui agit en coordination avec d’autres facteurs de transcription, tels que PAX5 et SOX17. La spécification des PGC nécessite l’activité de régulateurs de la chromatine qui induisent des changements à l’échelle du génome dans l’expression des gènes. Par exemple, chez la souris, le répresseur transcriptionnel Blimp1 Prdm1 initie la spécification des PGC en bloquant l’expression d’un programme mésodermique qui reste actif dans les cellules somatiques voisines sans Blimp1 Ohinata et al., 2005. Le génome devient globalement hypométhylé, une caractéristique qui rapproche les PGC des cellules pluripotentes telles que les cellules de la masse cellulaire interne, les cellules ES et les cellules iPS. Malgré le fait que les PGC des Mammifères sont spécifiés par des signaux inductifs et non pas par héritage maternel comme dans beaucoup d’autres animaux, leur profil transcriptomique est assez similaire par exemple, 80% des transcrits sont similaires entre les cellules germinales humaines et celles du xénope Butler et al., 2018. Les PGC migrent dans l’épithélium endodermique de l’intestin postérieur où 170 à 350 PGC se trouvent au jour 9 du développement fœtal chez la souris, puis le long du mésentère dorsal vers les crêtes génitales situées dans le toit du cœlome qui est le site du développement des gonades Molyneaux et al., 2001. Durant cette migration, les PGC sont entourées de cellules sécrétant SCF pour Stem Cell Factor qui est indispensable pour leur survie et leur migration Yan et al., 2000. Le récepteur de SCF est une tyrosine-kinase transmembranaire, c-kit. Les PGC ont aussi besoin du ligand SDF-1 pour migrer correctement et elles expriment son récepteur CXCR4 Ara et al., 2003. L’expression par les PGC de l’intégrine β1 est également nécessaire à leur migration Anderson et al., 1999. Les PGC migrent aussi durant une partie de leur trajectoire dans le mésentère dorsal le long de fibres nerveuses du système nerveux autonome, et des échanges de signaux sont possibles entre les deux populations Mollgard et al., 2010. *La signalisation SDF-1/CXCR4 est nécessaire pour la migration ordonnée des cellules germinales primordiales chez le poisson-zèbre. La fonction de guidage des PGC par SDF-1/CXCR4, présente chez les Mammifères est conservée chez les Vertébrés, comme on peut le constater ici chez le poisson-zèbre. Ses cellules germinales ont pu être suivies chez le sauvage et le mutant cxcr4b-/- car les poissons portent un transgène où le gène codant Cherry une protéine fluorescente qui émet dans le rouge est sous le contrôle d’un promoteur spécifique des cellules germinales. Barre d’échelle 100 μm. Source Il ne semble pas y avoir de signaux chémoattracteurs à distance en provenance de la destination des PGC, c’est-à-dire les crêtes génitales, car dans des souris mutantes où les crêtes génitales sont absentes, les PGC migrent quand même dans la bonne direction. Ce n’est alors que la toute dernière phase de migration et de prolifération qui est affectée Chen et al., 2013. Il y a environ 5 000 PGC dans les embryons de souris de 11 à 12 jours et plus de 20 000 PGC au moment où les crêtes génitales sont complètement colonisées aux jours 13-14. Chez l’humain, les crêtes génitales sont colonisées au cours de la 5ème semaine après la fécondation. Ces PGC sont la seule source de cellules germinales adultes. Ce n’est qu’une fois arrivées dans les crêtes génitales que les PGC activent l’expression de Dazl une protéine se liant aux ARN et qu’ainsi leur devenir est totalement restreint à la production de gamètes des études récentes ont montré que les PGC en migration gardent des potentialités différentes Nicholls et al., 2019. L’origine et la migration des PGC vers les crêtes génitales sont les mêmes chez les mâles et les femelles. Ces cellules sont bipotentielles, c’est-à-dire qu’elles peuvent donner des ovocytes ou des spermatozoïdes. La différenciation sexuelle des gonades, en testicules ou en ovaires, se produit dans l’embryon de 12 à 13 jours. C’est cet environnement qui va orienter la différenciation des PGC en ovocytes ou en spermatozoïdes Nicholls et al., 2019. Ovogenèse et folliculogenèse L’embryon femelle de souris de 13 jours possède un ovaire différencié avec toutes les PGC converties en ovogonies en division active. Dès le 12ème jour de l’embryogenèse, quelques ovogonies entrent dans la première prophase méiotique. Au jour 14, à peu près la moitié des cellules germinales sont entrées en méiose. Au jour 15, l’ovaire ne contient que des ovocytes à divers stades de la prophase I de méiose cela correspond à la 9ème semaine du développement chez l’Homme. C’est une très grande différence avec le développement des cellules germinales mâles qui n’entrent en méiose qu’à la puberté. Cette entrée précoce en méiose des ovogonies est sous le contrôle de la protéine Stra8 Baltus et al., 2006. **Stra8 est nécessaire pour l’entrée en méiose des ovogonies dans les ovaires embryonnaires. Coupes d’ovaires de souris sauvages WT ou mutantes homozygotes perte-de-fonction pour Stra8 Stra8-/- à différents stades. A E14,5, on observe des chromosomes en phase leptotène de méiose I dans les souris WT et à E16,5, des chromosomes en phase zygotène et pachytène de méiose I. Rien de tel n’est visible en absence de Stra8. Source L’expression de Stra8 est activée par l’acide rétinoïque secrété par le mésonéphros juste à côté. Dans les testicules en développement, l’acide rétinoïque ne peut pas agir car les cellules y produisent Cyp26b1 qui est une enzyme qui dégrade l’acide rétinoïque Saba et al., 2014. Au moment de la puberté chez le mâle, les cellules de Sertoli commencent à produire de l’acide rétinoïque et l’expression de Cyp26b1 baisse, ce qui permet à Stra8 d’être activé et à des cellules germinales mâles de commencer leur méiose. Il faut environ 4 jours aux ovocytes pour réaliser les recombinaisons homologues des crossing-overs, et au jour 18, certains ovocytes ont atteint le stade diplotène de la première prophase méiotique. Au jour 5 après la naissance, presque tous les ovocytes sont arrêtés au stade diplotène tardif où ils restent jusqu’à ce qu’ils soient stimulés pour reprendre la méiose au moment de l’ovulation. On considère qu’à ce stade, il n’y a plus de cellules souches germinales Lei et Spradling, 2013. Près de la moitié de la population d’ovocytes de souris est perdue au cours des 2 à 3 premières semaines après la naissance ; une perte d’ovocytes encore plus importante se produit chez la femme qui passe de 7 millions d’ovocytes à 6 mois de développement à 1 million autour de la naissance et à au début de la puberté. Les ovocytes sont contenus dans des follicules primordiaux qui se structurent autour des ovocytes d’abord par des couches simples de 4 à 6 cellules de type épithéliales aplatie. Puis les trois couches de cellules de forme cubique de la granulosa se mettent en place au moment où les ovocytes ont terminé leur phase de croissance. Les follicules primordiaux produits chez le fœtus sont très stables et ont une demi-vie d’environ 10 mois à l’âge adulte chez la souris et de plusieurs décennies chez la femme Lei et Spradling, 2013. Le maintien et la survie de ces follicules primordiaux sont importants pour la fertilité et certaines femmes peuvent avoir une fertilité diminuée à cause d’une diminution de la réserve ovarienne en follicules. Les mécanismes en sont encore peu connus mais une étude récente a montré une augmentation de l’expression d’un microARN, miR-484 dans les cellules folliculaires des patientes atteintes de diminution de la réserve ovarienne. Ce miR-484 a pour cible YAP1 un co-facteur de transcription qui stimule l’expression de protéines importantes pour la prolifération et l’inhibition de l’apoptose dans les cellules folliculaires Li et al., 2022. **Une dérégulation de l’expression de miR-484 aboutit à une diminution de la survie des cellules folliculaires ici de la granulosa et à une diminution de la réserve ovarienne. Source *Vue générale de l’ovogenèse et notamment des différents blocages de la méiose chez la femme. Le passage de la prophase I à la métaphase II a lieu lors de l’ovulation. Source Les ovocytes sont bloqués en prophase I de méiose et entrent en quiescence. C’est un cas exceptionnel car habituellement la quiescence concerne des cellules en G0 et ici, les cellules sont en méiose. Cet état de quiescence peut persister des décennies chez la femme Kim and Kurita, 2018. PTEN, un inhibiteur de la PI3kinase car il reconvertit PIP3 en PIP2 a été impliqué dans le maintien de cette quiescence. **La voie de signalisation PI3K et la maturation des ovocytes de Mammifère. PI3Kinase phosphoryle PIP2 pour produire PIP3 au niveau de la partie intracellulaire de la membrane plasmique, tandis que PTEN empêche la conversion de PIP2 en PIP3. Quand PIP3 s’accumule, il stimule l’activité d’Akt, une sérine/thréonine kinase qui phosphoryle le facteur de transcription FOXO3 ce qui l’exclut du noyau, où il activait des gènes inhibiteurs de la maturation ovocytaire. Par conséquent, quand la PI3Kinase est activée et PTEN inactif, la maturation ovocytaire se déclenche. La petite GTPase Cdc42 peut activer la voie de signalisation PI3K en diminuant l’expression de PTEN et en activant directement PI3K. PI3K = phosphoinositide 3-kinase; PIP2 = phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate; PIP3 = phosphatidylinositol-3,4,5-triphosphate. Source Également, l’inactivation de mTORC1, une sérine/thréonine kinase par le complexe TSC1/TSC2 assure le maintien de l’arrêt de la méiose. Chez les souris Tsc1-/-, tous les follicules primordiaux sont activés à la puberté aboutissant à une déplétion prématurée du stock conservé depuis la naissance Adhikari et al., 2010. L’activation physiologique des follicules primordiaux a lieu à partir de la puberté et concerne une cohorte d’un nombre variable de follicules selon les espèces. Dans les ovocytes correspondant, la voie PI3K/Akt n’est plus freinée par PTEN et Akt phosphoryle FOXO3, le principal facteur de transcription responsable de l’arrêt de la maturation. FOXO3 ne peut alors plus entrer dans le noyau John et al., 2008. Dans des modèles murins d’endométriose, la voie PI3K/Akt/FOXO3 est trop activée et aboutit à une activation excessive des follicules primordiaux Takeuchi et al. 2019. *Coupe d’ovaire de lapine. La zone des follicules primordiaux est délimitée par les points noirs. Les autres follicules plus internes sont à différents stades de développement. Source Lorsque les follicules sont activés, le nombre de cellules folliculaires augmente jusqu’à > 50 000 dans les follicules de De Graaf provient de Regnier De Graaf, un physiologiste néerlandais du XVIIème siècle qui a découvert ces follicules. Le follicule en développement est un syncytium de cellules reliées par des canaux cytoplasmiques intercellulaires appelés jonctions communicantes ou jonction gap et cela inclut également l’ovocyte et les cellules qui l’entourent Kidder et Mahwi, 2002; Wassarman, 2002. *Folliculogenèse anormale dans les ovaires sans connexin43 Cx43 qui forme les jonctions gap. En l’absence de Cx43 en bas, le développement folliculaire s’arrête à un stade préantral précoce reflétant l’échec de la population des cellules de la granulosa à se développer. Les ovaires sauvages contiennent des follicules antraux d’apparence normale. a antre ; cg couche de cumulus granulosa ; mg, couche de granulosa murale ; o ovocyte. Source La communication entre l’ovocyte et les cellules folliculaires est bidirectionnelle ; les cellules folliculaires régulent la croissance des ovocytes et les ovocytes régulent le développement folliculaire. Les follicules présentent un antre naissant lorsqu’ils ont plusieurs couches cellulaires d’épaisseur et, à mesure que l’antre se dilate, les ovocytes prennent une position acentrique entourés de deux ou plusieurs couches de cellules du cumulus oophorus. Les cellules du cumulus oophorus les plus proches de la zone pellucide en développement de l’ovocyte forment la corona radiata. Des contrôles croisés ont lieu entre l’ovocyte et les cellules folliculaires, coordonnant l’ensemble du développement des follicules. GDF-9 est une protéine secrétée par l’ovocyte de la famille des TGFβ et qui est nécessaire à la maturation des cellules de la granulosa et de la thèque Otsuka et al., 2011. Des mutations gain-de-fonction dans le gène codant GDF-9 ont été découverts chez des familles qui produisent plus de faux jumeaux que la moyenne, indiquant qu’il favorise le développement des follicules jusqu’à provoquer des ovulations multiples Palmer et al., 2006. Lorsque l’ovulation est déclenchée par un pic de concentration de LH produite par l’adénohypophyse des bouleversements importants ont lieu. Non seulement l’ovocyte entouré des cellules de la corona radiata est expulsé mais aussi il y a une reprise de la méiose qui était bloquée en prophase I quelques fois depuis des décennies chez la femme. La méiose avance jusqu’en métaphase II où il y a un nouveau blocage. *Cycle hormonal féminin Chez les Amphibiens, où la reprise de la méiose a été très étudiée comme un modèle de contrôle du cycle cellulaire c’est la progestérone qui a un rôle prépondérant ***Modèle de libération du blocage de prophase I dans les ovocytes de Xénope. Le GPR185 couplé au Gαs constitutivement actif maintient une activité élevée de l’AMPc et de la PKA, assurant l’arrêt de la prophase voie rouge à droite. Le déblocage de la méiose voie verte à gauche est déclenché par les hormones stéroïdes, principalement la progestérone, avec la contribution potentielle de IGF-1 et son récepteur IGF-1R. La progestérone interagit avec son récepteur nucléaire canonique iPR mais aussi avec un récepteur lié à la membrane plasmique mPR. En se liant à la progestérone, ces récepteurs inhibent la voie GPR185 et/ou inhibent indépendamment l’adénylate cyclase en recrutant Gαi et en inhibant GαS. Ils pourraient aussi agir indépendamment de la voie de blocage. Ces cascades convergent vers la synthèse de nouvelles protéines nécessaires à l’activation du MPF voir figure suivante. Source **Reprise de la méiose ovocytaire chez le xénope. Les ovocytes arrêtés en G2 ou en prophase de méiose contiennent du pré-MPF, c’est-à-dire des complexes Cdk1-cycline B inactifs dans lesquels Cdk1 est inhibé par la phosphorylation de T14 et Y15. La progestérone initie une voie de signalisation qui conduit à la déphosphorylation de T14 et de Y15 de Cdk1. Le MPF favorise la rupture de l’enveloppe nucléaire GVBD pour Germinal Vesicle Breaking, identifié par une tache blanche au pôle de l’hémisphère animal et la formation du fuseau en métaphase I. Après expulsion du premier globule polaire, le fuseau de la métaphase II s’organise et l’ovocyte s’arrête à ce stade, jusqu’à la fécondation. En haut deux photos d’ovocytes de Xenopus, arrêt G2 à gauche et GVBD à droite. Source Spermatogenèse Une fertilité réussie nécessite une grande quantité de spermatozoïdes normaux. Afin de répondre à la norme de fertilité minimale, la concentration en spermatozoïdes doit être supérieure à 15 millions par ml, dont au moins 40 % doivent être de motilité normale et au moins 4 % avec une morphologie normale selon les critères pour l’examen en laboratoire du sperme humain paramètres de l’Organisation Mondiale pour la Santé OMS, 2010. La génération de spermatozoïdes dépend d’un processus de différenciation cellulaire dynamique dans les tubules séminifères du testicule, appelé spermatogenèse Griswold, 2016. Ce processus commence par l’auto-renouvellement et la différenciation des spermatogonies. L’auto-renouvellement et la différenciation de ces cellules doivent pouvoir s’équilibrer pour maintenir les populations de cellules souches tout en formant des spermatozoïdes. Les caractéristiques de cellules souches des spermatogonies sont maintenues par le répresseur transcriptionnel Plzf Costoya et al., 2014 et par la protéine liant les ARN Nanos2. La perte localisée de Nanos2 aboutit à une perte du pool de spermatogonies qui se différencient sur place de manière ectopique Sada et al., 2009. Nanos2 agit notamment en réprimant la traduction de protéines qui déclenchent habituellement la méiose. Il se localise dans les corps P, un centre de dégradation des ARNm où il est associé avec des enzymes qui éliminent la queue polyA des ARNm, ce qui les amène à être dégradés Saga, 2010. Les cellules de Sertoli sont les cellules épithéliales de soutien des tubes séminifères, dont la principale fonction est d’assister et de nourrir les cellules germinales. Ce sont les premières cellules mâles spécifiques à se différencier dans la gonade fœtale et, conjointement avec les cellules germinales, elles subissent une morphogenèse tubulaire pour former des cordons testiculaires Svingen et Coopman, 2013, qui sont les unités structurelles et fonctionnelles du testicule. Ces cordons donnent naissance ensuite aux tubules séminifères adultes. Au fur et à mesure que le testicule se développe, les cellules de Sertoli subissent des changements importants dans leur comportement cellulaire. Du stade fœtal jusqu’à environ 10 à 14 jours après la naissance chez les rongeurs, les cellules de Sertoli se divisent activement, augmentant le diamètre des tubes séminifères et le nombre de niches potentielles des spermatogonies dans les testicules Oatley et al., 2011. À la fin de cette période, les cellules de Sertoli quittent le cycle cellulaire et restent au repos tout au long des stades juvéniles et adultes. GATA1 est initialement exprimé dans les cellules de Sertoli postnatales immatures, puis à la maturation, son expression est augmentée uniquement dans un sous-ensemble de tubules séminifères d’une manière dépendante des stades spécifiques des cellules germinales dans le tubule Yomogida et al., 1994. Le récepteur aux androgènes AR, c’est à dire le récepteur de la testostérone produite par les cellules de Leydig, est transféré du cytoplasme des cellules de Sertoli au noyau lors de la maturation Sharpe et al., 2003. *Coupe de testicule de chat. *Coupe de la paroi d’un tube séminifère. De leur côté, les spermatogonies prolifèrent et s’auto-renouvellent pour maintenir leur population, tandis qu’un sous-ensemble de ces cellules se transforment en progéniteurs spermatogoniaux indifférenciés amplificateurs transitoires spermatogonies indifférenciées de type A. Ces progéniteurs prolifèrent pour former des chaînes spermatogonales, puis procèdent à un programme de différenciation lancé en réponse à l’acide rétinoïque RA produit par les cellules de Sertoli. Les spermatogonies de type B qui en résultent initient ensuite la méiose et passent par plusieurs stades spermatocytes ». Après la fin de la méiose, les stades spermatide ronds et spermatides allongés se succèdent avant de finalement devenir des spermatozoïdes différenciés Griswold, 2016; Oatley et Brinster, 2012. Au cours de toutes ces étapes, les cellules de Sertoli nourrissent les cellules germinales au fur et à mesure qu’elles prolifèrent et se différencient pour donner naissance aux spermatozoïdes. *Spermatogenèse. Source Au cours de la spermatogenèse adulte à l’état d’équilibre, la polarisation des cellules de Sertoli est essentielle pour soutenir les différentes étapes de la spermatogénèse et pour compartimenter ses fonctions, notamment le maintien des cellules souches/progénitrices germinales dans le compartiment basal du tubule séminifère tout en favorisant simultanément la spermiogenèse dans le compartiment luminal apical Oatley et Brinster, 2012. *Les niveaux d’hormones reproductives masculines de la période fœtale à la période adulte. Au début du stade fœtal, le déclenchement de la sécrétion d’hormones testiculaires est indépendant de l’hormone lutéinisante LH et de l’hormone folliculo-stimulante FSH. Puis à partir du deuxième et du troisième trimestre, la LH et la FSH sont les principaux régulateurs de la production hormonale des cellules de Sertoli et de Leydig. Pendant environ 6 mois après la naissance, les taux de LH, FSH et d’hormones testiculaires restent élevés. Ensuite, pendant la petite enfance et l’enfance, les taux de gonadotrophines, de testostérone T et du facteur 3 analogue à l’insuline INSL3 diminuent, tandis que ceux de l’hormone anti-müllérienne AMH et de l’inhibine B restent élevés. Pendant la puberté, la FSH, la LH, la testostérone et l’INSL3 augmentent à nouveau pour atteindre les niveaux adultes. L’AMH est inhibée par la testostérone, et l’inhibine B est stimulée par la FSH. Source *Contrôle de la spermatogenèse par l’axe hypothalamo-hypophysaire et rétrocontrôle négatif. L’hypothalamus et l’hypophyse régulent la production de testostérone dans les cellules de Leydig et l’activité des cellules de Sertoli. La GnRH active l’hypophyse antérieure pour produire de la LH et de la FSH, qui stimulent à leur tour respectivement les cellules de Leydig et les cellules de Sertoli. Le système est une boucle de rétroaction négative car les produits finaux de la voie, la testostérone et l’inhibine, interagissent avec l’activité de la GnRH pour inhiber leur propre production. Source La spermatogenèse est bien entendu sous le contrôle d’hormones. Le récepteur de la FSH une hormone produit dans l’adénohypophyse sous le contrôle de l’hypothalamus est principalement exprimé sur les cellules de Sertoli. La FSH contrôle la maturation, la prolifération et la fonction des cellules de Sertoli Abel et al., 2008. Des mutations de la FSH ou de son récepteur ont été associées à une diminution du nombre de cellules de Sertoli et du nombre de spermatozoïdes Tapalainen et al., 1997. Sous le contrôle de la FSH, les cellules de Sertoli sécrètent du GDNF qui est un facteur essentiel de maintien des spermatogonies Kubota et al., 2004. Le récepteur au GDNF, Gfrα1 est exprimé dans les spermatogonies Uchida et al., 2016. Egalement, la fonction de la petite GTPase Cdc42 est nécessaire dans les cellules de Sertoli pour le maintien des caractères de cellules souches des spermatogonies Heinrich et al., 2021. Cdc42 agit pour établir et maintenir la polarité des cellules de Sertoli et cette polarité est essentielle pour envoyer les bons signaux aux spermatogonies d’un côté basal et aux spermatides en cours de différenciation de l’autre côté apical. Toute perte de polarité provoque un envoi de signaux incorrectement adressé qui aboutit à la perte des cellules souches. **La déplétion de Cdc42 spécifiquement dans les cellules de Sertoli aboutit à la disparition complète des cellules germinales dans le testicule de souris adulte. Images d’immunofluorescence des testicules P60 adultes témoins Dhh-Cre;Cdc42flox/+ F et mutés Dhh-Cre;Cdc42flox/flox G, montrant l’absence de cellules germinales TRA98+ dans les testicules Dhh-Cre;Cdc42flox/flox. F’ est une image à plus fort grossissement des régions encadrées dans F. Les lignes pointillées indiquent les limites des tubules. Barres d’échelle = 100 µm. Source Le récepteur au LH est exprimé sur les cellules de Leydig et la fixation du ligand a pour effet de stimuler la production de testostérone Narayan, 2015. **L’expression d’un récepteur constitutif à la LH provoque une hyperplasie des cellules de Leydig. Coupes de testicule de souris de 12 semaines exprimant une forme mutée du récepteur à la LH, D582G, qui est constitutivement actif et qui se retrouve chez des garçons qui ont une puberté précoce. On observe une hyperplasie des cellules de Leydig visibles en rose entre les tubes séminifères qui suit une maturation plus précoce de ces cellules. D’autres analyses montrent des taux de testostérone très élevés dans le sang. Source Les fonctions de la testostérone sont médiées par le récepteur aux androgènes AR. Le récepteur aux androgènes est exprimé dans les cellules de Sertoli, les cellules de Leydig et le muscle lisse des artérioles des testicules, mais pas dans les cellules germinales Smith et Walker, 2014. La testostérone est cruciale pour le maintien du nombre de spermatogonies, l’intégrité de la barrière hémato-testiculaire, l’achèvement de la méiose, la maturation des spermatides et l’achèvement de la spermiation O’Hara et Smith, 2015. *Fonctionnement du récepteur aux hormones androgènes AR/testostérone. La testostérone T pénètre dans la cellule son hydrophobie permet la traversée de la membrane plasmique. La 5-alpha-réductase la convertit en dihydrotestone DHT. Lors de la liaison avec son ligand, le récepteur aux androgènes AR subit un changement de conformation, n’interagit plus avec des protéines de choc thermique hsp70 et est phosphorylée. L’AR peut alors pénétrer dans le noyau où se produisent la dimérisation, la liaison à l’ADN et le recrutement de coactivateurs transcriptionnels. Les gènes cibles sont transcrits ARNm et traduits en protéines. Source L’activation de la méiose dans la lignée germinale mâle est sous le contrôle du ligand SCF Stem Cell Factor et de son récepteur tyrosine-kinase c-kit sur les spermatocytes primaires. Une entrée retardée en méiose est observée chez les souris haplodéficientes en c-kit et des études transcriptomiques ont montré que des spermatogonies isolées de testicules après une mise en présence de SCF activent l’expression de nombreux gènes impliqués dans les phases précoces de la méiose, notamment Dmc1 qui code une protéine impliquée dans les crossing-overs Cardoso et al., 2014. Le niveau d’expression de Stra8 qui déclenche aussi la méiose dans les ovocytes augmente fortement. Lors de la première division cellulaire méiotique, le spermatocyte primaire produit deux spermatocytes secondaires, qui entrent ensuite dans la deuxième division méiotique et se divisent en quatre spermatides rondes qui contiennent chacun soit un chromosome X ou un chromosome Y. Enfin, les spermatides rondes haploïdes se différencient en spermatides allongés et finalement en spermatozoïdes par le processus de spermiogenèse Hendriksen, 1999. Pendant tout ce processus, les cellules migrent de la membrane basale vers le centre du tube séminifère et sont libérées dans la lumière. La cytokinèse n’est pas complète pendant les divisions mitotiques et méiotiques de ces processus Hendriksen, 1999. En effet, maillage d’actomyosine du corps central est stabilisé pour bloquer l’abscission et maintenir l’anneau contractile de sorte que des canaux annulaires se forment entre les cellules connectées et les cellules sont reliées par des ponts intercellulaires qui persistent jusqu’à la fin de la spermatogenèse Braun et al., 1989. Ce pont intercellulaire permet une libre communication cytoplasmique entre les cellules de génotypes différents. Étant donné que les ions et les molécules dont des protéines traversent facilement ces ponts intercellulaires, les cellules mûrissent de manière synchrone Braun et al., 1989; Jasin et Zalamea, 1992. La spermiogenèse représente une étape tardive de la spermatogenèse, au cours de laquelle les spermatides rondes post-méiotiques se différencient en spermatozoïdes matures par condensation de l’ADN et formation de la tête et de la queue des spermatozoïdes O’Donnell, 2014. Les spermatozoïdes sont ensuite libérés dans la lumière des tubules séminifères, dans un processus appelé spermiation, qui implique le remodelage et la réduction du cytoplasme França et al., 2016. *Schéma d’un spermatozoïde humain. La tête fait environ 5 µm et le flagelle fait 50 µm. Source Durant la spermiogenèse, l’appareil de Golgi forme l’acrosome à l’avant du noyau. Le flagelle commence à croître à partir d’un centriole. Le noyau prend une forme aplatie et effilée et la chromatine se condense. Elle échange 90% de ses histones contre des protamines. Riches en arginine et en cystéine, les protamines sont capables d’établir entre elles des ponts disulfures et contribuent ainsi à une forte condensation de la chromatine. La transcription s’éteint complètement en conséquence. Les CTCF qui bornent les domaines TAD les domaines topologiques d’association restent présents et organisent la chromatine de manière similaire à celle des cellules souches pluripotentes Balhorn, 2007; Hammoud et al., 2009; Jung et al., 2017. **Protamines accrochées à l’ADN. Les molécules de protamine se lient au grand sillon de l’ADN, rendent neutre le squelette phosphodiester alors qu’il est habituellement chargé négativement et provoquent l’enroulement des molécules d’ADN en structures toroïdales. Le modèle montre comment deux molécules de protamine atomes bleus s’enroulent autour de l’hélice d’ADN atomes blancs. Source Une partie du cytoplasme est éjecté sous la forme de corps résiduels qui sont phagocytés et éliminés par les cellules de Sertoli. Toutes ces modifications permettent d’obtenir une cellule la plus légère » et la plus mobile possible et également d’avoir un paysage chromatinien qui ressemble déjà à celui d’un embryon en développement précoce. Le système ubiquitine protéasome UPS joue un rôle important dans la spermatogenèse Richburg et al., 2014. En effet, l’ubiquitination et la dégradation des protéines sont nécessaires lors de la différenciation finale des spermatozoïdes qui doivent se débarrasser de toutes les protéines qui avaient été nécessaires à leur développement mais qui ne sont plus utiles. La voie UPS dépend de manière critique des ligases d’ubiquitine E3, qui fournissent une spécificité de substrat en sélectionnant des protéines cibles pour l’ubiquitination Metzger et al., 2014. RLIM, une E3 ubiquitine ligase joue un rôle important. Sans l’élimination des protéines qu’elle permet, une partie du cytoplasme ne peut être éliminée et les spermatozoïdes résultants sont peu mobiles. ***RLIM, une E3 ubiquitine ligase est exprimée à des stades précis de la spermiogenèse et dans les cellules de Sertoli. A Des coupes tissulaires de testicules de souris ont été traitées en immunohistochimie avec un anticorps anti-RLIM. Les zones encadrées sont affichées avec un grossissement plus élevé. Coloration DAB substrat d’immunohistochimie des coupes de testicules générées à partir de mutants Rlim cKO/YSox2-Cre et de contrôles fl/Y, des mâles de même portée mais où un allèle de Rlim est toujours fonctionnel. Les flèches rouges boîte 1 et les flèches jaunes boîte 2 pointent respectivement vers les cellules germinales plutôt proches de la lumière du tube séminifère donc des spermatides et les cellules situées à la périphérie des tubules séminifères qui présentent une coloration RLIM élevée. Notez en A à gauche que les spermatides ne sont pas présents dans tous les tubes séminifères seules les cohortes qui sont presque arrivés au bout de la spermatogenèse sont visibles. Panneaux de droite cKO/Y mâle. Barres d’échelle = 150 µm. B Immunofluorescence sur testicule fl/Y avec des anticorps contre RLIM vert et PNA rouge pour déterminer les étapes de différenciation des cellules germinales dans les tubules séminifères car PNA marque l’acrosome. Barre d’échelle = 60 µm. C Immunofluorescence sur testicule fl/Y avec des anticorps contre RLIM vert et GATA1 rouge, un marqueur des cellules de Sertoli. Une analyse plus poussée de la morphologie des spermatozoïdes non montrée ici indique que sans RLIM, les spermatozoïdes sont mal formés car ils ne perdent pas assez de cytoplasme. Les cibles de RLIM ne sont pas encore connues. Barre d’échelle = 25 µm. Source Le passage des spermatogonies à des spermatozoïdes matures prend 65 jours chez l’Homme 34,5 jours chez la souris. Le nombre de spermatozoïdes par éjaculat a diminué de moitié dans les pays occidentaux au cours des 40 dernières années. Les facteurs environnementaux ont été mis en cause. Les produits chimiques peuvent altérer les gamètes à différents stades de développement, c’est-à-dire à la spermatogenèse, lors de la maturation épididymaire et lors de la composition du sperme. Les produits chimiques peuvent être d’origine naturelle, comme les mycotoxines et les métaux, ou d’origine humaine, comme les produits pharmaceutiques et les pesticides. De nombreux produits chimiques fabriqués par l’homme sont considérés comme des perturbateurs endocriniens tels que les phtalates, les polychlorobiphényles PCB et le bisphénol A BPA. Les effets indirects comprennent une stéroïdogenèse altérée peuvent modifier les niveaux d’hormones, notamment de testostérone. Par ailleurs, les effets sur la reproduction peuvent être plus indirects et n’être révélés qu’à la génération suivante l’exposition paternelle à certains produits chimiques environnementaux tels que le BPA et le DDT produit des effets épigénétiques sur l’embryon en développement Komski-Elbaz et al., 2021. EN DIRECT DES LABOS Décrypter le rôle de l’épigénétique dans la fertilité masculine Institut Curie, Paris AUTRES RESSOURCES Le déterminisme du sexe chez les Mammifères – Institut Français de l’Education La gamétogenèse chez l’Humain – Université de Berne LIEN VERS LE GLOSSAIRE

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